ماهنامه علمی پ‍ژوهشی

مقدمه
سلول‌های بنیادی بر مبنای ظرفیت منحصربه‌فردی که برای خودنوزایی و تمایز دارند تعریف می‌شوند. از نظر توان سلولی، سلول‌های بنیادی را به انواع تمام توان (Totipotent)، پرتوان (Pluripotent)، چند توان (Multipotent) و تک توان (Unipotent) طبقه‌بندی می‌کنند. هرچند تقسیم‌بندی این سلول‌ها با معیار و مرز مشخص کار دشواری می‌باشد، اما بر این اساس که این سلول‌ها در تمام مراحل رشد و نمو یک ارگانیسم پرسلولی مشاهده می‌شوند، می‌توان آن‌ها را به انواع رویانی (Embryonic)، جنینی و بالغ یا سوماتیک (Adult/Somatic) نیز تقسیم‌‌بندی کرد (1،2). ویژگی‌های منحصربه‌فرد انواع جنینی توجه زیادی را به پتانسیل درمانی آن‌ها جلب کرده است. این سلول‌ها یا به‌طور مستقیم از بافت‌های جنینی همانند خون، مغز استخوان و کبد، و یا از ساختارهای خارج جنینی با منشاء جنینی مانند خون بند ناف، جفت، غشاء آمنیوتیک و یا مایع آمنیوتیک به‌دست می‌آیند (3-5). معمولاً دستیابی به سلول‌های بنیادی جنینی با درصد کمی از خطر سقط جنین همراه می‌باشد (حداکثر 1%)، همانند تهیه آمنیوسیت‌ها هنگام آمنیوسنتز یا نمونه‌گیری از پرزهای کوریونی یا CVS (Chorionic villus sampling) (6)، اما با این وجود مطالعه این سلول‌‌ها مشکلات کمتری دارد، زیرا بسیاری از بافت‌های مربوط به جنین در هنگام تولد از بدن مادر دفع شده و دور انداخته می‌شوند (7). مراحل بارداری به سه دوره سه ماهه تقسیم می‌شود (شکل 1) که در طی آن بسیاری از پارامترهای مایع آمنیوتیک از جمله حجم مایع، ترکیبات شیمیایی و سلول‌های آن دچار تحول می‌‌شود (8, 9). همان‌طور که اشاره شد در فرآیندی به نام آمنیوسنتز که برای تشخیص پیش از تولد یا PND (Prenatal diagnosis) ناهنجاری‌های ژنتیکی استفاده می‌شود می‌توان مایع آمنیوتیک را به‌دست آورد (10). مایع آمنیوتیک علاوه‌بر این‌که منبعی جهت کسب سلول‌های جنینی در فرآیند PND است، ترکیبات مغذی لازم در طی فرآیند جنین‌زایی و حفاظت از جنین در حال رشد در برابر فشارهای مکانیکی را فراهم می‌کند (12, 11). حجم میانگین مایع آمنیوتیک تا هفته 16 بارداری 270 میلی‌لیتر است که این مقدار تا هفته 20 بارداری به 400 میلی‌لیتر نیز افزایش می‌یابد. مایع آمنیوتیک یک محلول ایزوتونیک است که جزء اصلی آن آب بوده و انواعی از پروتئین‌ها، آمینواسیدها، کربوهیدرت‌ها، لیپیدها، هورمون‌ها و الکترولیت‌های مختلف، حتی ادرار جنین، در آن یافت می‌شود، با این وجود ترکیب شیمیایی آن در طول بارداری ثابت نبوده و تغییر می‌کند (13). هم‌چنین حجم و محتوای سلولی مایع آمنیوتیک بسیار متغیر است، به‌طوری‌که در بین افراد مختلف و نیز بسته به سن بارداری از 2000 تا 50000 سلول در میلی‌لیتر متفاوت می‌باشد (14). کشت سلول‌های مایع آمنیوتیک از اواخر دهه 60 میلادی آغاز گردید، زمانی‌که Jacobson و همکارانش موفق شدند برای اولین بار سلول‌های مایع آمنیوتیک را توسط محیط F10 حاوی 30% سرم جنین گوساله به مدت 25-18 روز کشت دهند (16). در ادامه گروه‌های دیگری نیز با همین روش سلول‌های مایع آمنیوتیک را کشت دادند. به‌عنوان مثال Nelson و همکاران با کشت این سلول‌ها برخی از ویژگی‌های آن‌ها از جمله زیست‌‌پذیری را تعیین کردند (17). با این وجود از اوایل دهه 70 میلادی مطالعات مختلفی جهت مقایسه روش‌ها و محیط‌های کشت متفاوت بر روی سلول‌های مایع آمنیوتیک صورت گرفته است (جدول 1). وجود سلول‌های بنیادی در مایع آمنیوتیک اولین بار در سال 1993 توسط Torricelli و همکاران تایید شد (36)، به‌طوری‌که آن‌ها موفق به شناسایی سلول‌های اجدادی خون‌ساز (Hematopoietic progenitor cells) در مایع آمنیوتیک شدند. در این پژوهش سلول‌های هسته‌دار کوچکی با ظاهر کروی، مشابه پیش¬سازهای خون‌ساز، از مایع آمنیوتیک به‌دست آمده در هفته 12 بارداری شناسایی گردید. سپس در سال 1996 گزارشی مبنی بر وجود سلول‌های اجدادی غیرخون‌ساز در مایع آمنیوتیک منتشر شد (93). در سال 2003 مطالعه‌ای که توسط Prusa و همکاران با هدف بررسی بیان Oct-4 (به‌عنوان مارکر پرتوانی) در سلول‌های مایع آمنیوتیک آغاز شده بود به جداسازی سلول‌های بنیادی چندتوان توسط این گروه منتهی شد (39). در همین سال گروه دیگری به سرپرستی In't Anker وجود سلول‌های بنیادی مزانشیمی (Mesenchymal stem cells) یا MSCs را در مایع آمنیوتیک گزارش کرد، به‌علاوه پژوهش جدیدی توسط نویسندگان همین مقاله نیز این مسئله را به‌خوبی تایید کرده است (94, 4). مطالعات زیادی نشان داده بسیاری از ویژگی-های مایع آمنیوتیک و سلول‌های آن، بسته به سن بارداری و وضعیت پاتولوژیک جنین بسیار متنوع است (95).

 2- سلول‌های مایع آمنیوتیک
1-2- آمنیوسیت‌ها، سلول‌هایی با زیرجمعیت‌های مختلف
مایع آمنیوتیک با بخش¬های مختلف جنین در ارتباط است، از این رو حاوی جمعیتی هتروژن از سلول¬ها است که از هر سه لایه زاینده جنینی و سطح داخلی غشای آمنیوتیک (Amniotic Membrane) مشتق می‌شوند. این سلول‌ها احتمالاً از پوست، مجرای گوارشی و تنفسی، سیستم ادراری-تناسلی جنین و نیز از غشای آمنیوتیک به داخل مایع آمنیوتیک آزاد می¬شوند (96). تعداد کل سلول‌های هسته¬دار در هر میلی¬لیتر از مایع آمنیوتیک بین 103 تا 106 متغیر می‌باشد (97). به مجموعه سلول‌های مایع آمنیوتیک آمنیوسیت (Amniocyte) گفته می‌شود که شامل انواع سلول‌های کاملاً تمایز یافته، اجدادی و سلول‌های بنیادی با توان (Potency) متفاوت می‌باشند (8). آمنیوسیت‌ها را از نظر ریخت‌شناسی به دو گروه عمده غیرچسبنده (Non-adherent) و چسبنده (Adherent) تقسیم می‌کنند (98). مطالعات in vitro نشان داده است اکثریت این سلول‌ها را انواع غیرچسبنده تشکیل می‌دهند در حالی‌که تعداد سلول‌های چسبنده هر میلی‌لیتر از مایع آمنیوتیک تنها 500 تا 800 سلول می‌باشد (97). در بین سلول‌های موجود در مایع آمنیوتیک انواع تشکیل‌دهنده کلونی (Colony-forming) کمیاب هستند. بر همین اساس مشخص شده به ازای هر میلی‌لیتر از مایع آمنیوتیک به‌دست آمده در هفته‌های 16 تا 18 بارداری، در طی 12 روز کشت، حدود 8/1 ± 5/3 کلونی ایجاد می‌شود (97). همان‌گونه که اشاره شد مایع آمنیوتیک حاوی جمعیت هتروژنی از سلول‌ها است که دارای ویژگی‌های مورفولوژیک و بیوشیمیایی متفاوتی هستند. برخی منابع سلول‌های چسبنده مایع آمنیوتیک را از لحاظ ریخت‌شناسی به دو گروه دایره‌ای شکل (Round shape or RS) و دوکی شکل (Spindle shape or SS) تقسیم‌بندی می‌کنند که بر همین اساس مقدار انواع RS را 94% و انواع SS را 6% تخمین می‌زنند (100, 99, 8). با این وجود تقریباً اغلب منابع آمنیوسیت‌های چسبنده را به سه دسته کلی تقسیم می-کنند؛ انواع فیبروبلاستی (Fibroblast-like cells or F-type) که به‌علت چسبندگی زیاد در کشت‌هایی با پاساژ بالاتر دیده می-شوند، انواع اپیتلیال (Epithelial-like cells or E-type) و سلول‌های ویژه مایع آمنیوتیک (Amniotic fluid-specific cells or AF-type)، که هر دو معمولاً در کشت‌های اولیه مایع آمنیوتیک غالب هستند (12, 14, 15, 97). فراوانی هر یک از این سلول‌ها در مایع آمنیوتیک بسیار متفاوت است، به‌طوری‌که انواع F-type با حدود 5% کمترین مقدار، سپس سلول‌های E-type با فراوانی تقریبی 35% و در نهایت سلول‌های AF-type به میزان 60% بیشترین نوع سلولی را تشکیل می‌دهند (12). از بین این سه گروه، سلول‌های AF-type و F-type مورفولوژی فیبروبلاستی مشابهی دارند، درحالی‌که تنها سلول‌های AF-type به‌صورت توام ژن¬های کراتین و ویمنتین را بیان کرده و سرعت تکثیر بالایی دارند، از این رو به‌نظر می‌رسد سلول‌های AF نوع غالب در این جمعیت هتروژن سلولی باشند. مطالعات تجربی نشان داده است این سلول‌ها منشاء اپیتلیال داشته و ویژگی‌های تروفوبلاستی خود را حفظ می‌کنند، از این رو منشاء احتمالی آن‌ها غشاهای جنینی خارج رویانی (Fetal extra-embryonic membranes) مانند غشای آمنیون می‌باشد (101). هم‌چنین منشاء سلول‌های E-type را پوست جنین و انواع F-type را بافت پیوندی فیبروزه (Fibrous connective tissue) می‌دانند (102). چنین تنوعی در منشاء آمنیوسیت‌ها توجیه کننده تفاوت آن‌ها در نرخ بقاء، چسبندگی، ویژگی‌های رشد و پاسخ به شرایط محیطی می‌باشد.
2-2- آمنیوسیت‌ها، سلول‌هایی با وضعیت تکوینی و توان منحصربه‌فرد
در بسیاری از منابع به‌جای MSCs از اصطلاح AFSCs به معنی سلول‌های بنیادی مایع آمنیوتیک (Amniotic fluid stem cells) استفاده می‌گردد زیرا این سلول‌ها نسبت به انواع MSCs که از سایر منابع سلول‌های بنیادی هم‌چون مغز استخوان یا بافت چربی مشتق می‌شوند، ویژگی‌های متمایزی دارند (14, 15, 103). یکی از این ویژگی‌ها وجود فعالیت تلومرازی است که مارکر سلول‌های بنیادی پرتوان مانند سلول‌های بنیادی رویانی انسانی (Human embryonic stem cells or hESCs) و سلول‌های بنیادی زاینده (Human embryonic germ cells or hEGCs) محسوب می‌شود (95). اولین بار در سال 1999 وجود فعالیت تلومرازی در سلول‌های مایع آمنیوتیک توسط Mosquera و همکارانش گزارش شد (37). ویژگی جالب توجه دیگر سلول‌های بنیادی مایع آمنیوتیک بیان ژن OCT-4 است که مارکر شناخته شده پرتوانی بوده و علاوه‌بر این سلول‌ها، در hEGCs، hESCs و سلول‌های کارسینومای رویانی (hECCs or Human embryonic carcinoma cells) نیز بیان می‌شود (39). اغلب مطالعاتی که تاکنون در مورد AFSCs صورت گرفته نشان می‌دهد این سلول‌‌ها توان (Potency) بالاتری نسبت به سلول‌های بنیادی بالغ یا سوماتیک که از بافت‌های مختلف جدا می‌شوند (چند توان) دارند. هم‌چنین از نظر وضعیت تمایزی نیز تنوع بالایی در آمنیوسیت‌ها دیده می‌‌شود؛ از سلول‌های کاملاً تمایز یافته و اجدادی گرفته تا سلول‌های بنیادی چندتوان و حتی برخی با ویژگی‌های پرتوانی (91). این سلول‌ها برخی از مارکرهای شاخص سلول‌های بنیادی پرتوان هم‌چون SSEA3، SSEA4، NANOG و TRA-1-60 را بروز می‌دهند (14). مطالعه‌ای که توسط Maguire و همکاران در سال 2013 بر روی ترانسکریپتوم آمنیوسیت‌ها انجام شد نشان داد این سلول‌ها تنظیم‌کننده‌های کانونی و نیز سرکوب‌کننده‌های رونویسی مرتبط با پرتوانی را بیان می‌کنند، به‌طوری‌که پروفایل این تنظیم‌کننده‌ها در آمنیوسیت‌ها با hESCs، iPSCs و فیبروبلاست‌های پوست ختنه نوزاد (Newborn foreskin fibroblasts) متفاوت است (9). نتایج این مطالعه فراگیر حاکی از وجود یک ترکیب مولکولی پیچیده در آمنیوسیت‌ها بود به‌نحوی‌که تنظیم‌کننده‌های اختصاصی سلول‌های تروفوبلاستی، اکتودرمی، مزودرمی و اندودرمی در اغلب این سلول‌ها به‌طور همزمان بیان می‌شوند. منابع متعددی آمنیوسیت‌ها را از نظر توان و وضعیت تکوینی بسیار منحصربه‌فرد و مابین سلول‌های اجدادی و چندتوان جدا شده از افراد بالغ مانند MSCs و سلول‌های پرتوان همچون hESCs و EGCs در نظر می‌گیرند (7،9،15،104). مطالعات پیشین نشان داده است بسیاری از مارکرهای لایه زاینده‌رویانی در سطح پایه‌ای در آمنیوسیت‌های غیرتمایز یافته بیان می‌شوند. از طرف دیگر بررسی ترکیب ترانسکریپتومی آمنیوسیت‌ها توسط RNA-seq حاکی از تمایز جزئی آن‌ها می¬باشد (9). چنین حالت ناهمگونی را در hESCs و iPSCs نیز می‌توان مشاهده کرد زیرا برخلاف تصور قبلی مبنی بر وضعیت پایه‌ای کاملاً غیرتمایز یافته و غیرمتعهد (Unprimed) در hESCs و iPSCs مطالعات اخیر نشان داده است این سلول‌ها نیز مشابه آمنیوسیت‌ها، دارای ناهمگونی در سطح رونویسی و اپیژنتیکی هستند (106, 105). اگر چه وضعیت آمنیوسیت‌ها ناهمگونی و تنوع بسیار زیادی دارد که با سلول‌های پرتوان متفاوت است، ولی بسیاری از ژن‌هایی که بیان می‌کنند یکسان است. با این وجود ژن¬های حلقه مرکزی پرتوانی (SOX2، OCT4 و NANOG) به‌طور نامتناسبی در سطح پایین‌‌تری در آمنیوسیت‌ها بیان می‌شوند که همین ویژگی کلیدی در تمیز دادن آن‌ها از سلول‌های پرتوان محسوب می‌شود (9). در واقع فنوتیپ سلولی "حدواسط" در AFSCs در نتیجه بیان همزمان مارکرها و عوامل رونویسی پرتوانی و چندتوانی (مزانشیمی متعهد) ناشی می¬شود. برخی از مطالعات تشابه ترانسکریپتومی آمنیوسیت‌های انسانی در سه ماهه اول بارداری با hESCs را بیش از 82% برآورد کرده‌اند (15). در این بین روش مورد استفاده در جداسازی یک کلون خاص از جمعیت ناهمگون آمنیوسیت‌ها نیز در فنوتیپ سلولی کلون جداشده موثر می-باشد. در بیشتر مطالعات جداسازی AFSCs بر اساس کشت آمنیوسیت‌ها در ظروف کشت بافت تیمار شده (Tissue culture-treated dishes) و توسط محیط کشت غنی از سرم (معمولاً DMEM با 10% تا 20% سرم جنین گاوی یاFBS ) انجام می‌شود. در برخی از موارد از فاکتور رشد فیبروبلاستی b-FGF نیز استفاده شده است. بررسی این مطالعات نشان می‌دهد که رده‌های سلولی جدا شده اغلب پتانسیل مزودرمی بالایی از خود بروز می‌دهند، بدین معنی که تمایز به سمت دودمان‌های استخوانی، چربی، غضروفی و ماهیچه‌ای در آن‌ها دیده می‌شود (108, 107). از نظر مارکرهای سطحی، فنوتیپ این سلول‌ها مشابه MSCs است، یعنی به‌روز مارکرهای CD90، CD105، CD73، CD44 و CD29، و هم‌چنین فقدان مارکرهای خون‌ساز (Hematopoietic markers)، از جمله CD34، CD45 و CD133. علاوه‌براین، در رابطه با فاکتورهای ایمونوژنیک نیز این سلول‌ها مشابه MSCs عمل کرده و MHC II را در سطح پایینی بروز می‌دهند (15, 103). با این وجود، برخی از منابع تمایز چنددودمانی (Multi‐lineage) (از جمله تمایز به رده‌های عصبی) و هم‌چنین توانایی تولید جسم جنینی (Embryoid body) را در سلول‌های جدا شده با روش‌های مشابه گزارش کرده‌اند (109-112)، از این رو چنین یافته‌هایی نشان دهنده نزدیکی این سلول¬ها با انواع پرتوان می¬باشد. در برخی از موارد نیز از روش‌های ویژه و دقیقی برای کشت و جداسازی سلول‌های بنیادی از آمنیوسیت‌ها استفاده شده است، مانند استفاده Moschidou و همکاران از نوعی مهار کننده هیستون داستیلاز به نام والپروئیک اسید و کشت سلول‌ها در شرایط کشت hESCs که در نهایت موفق شدند بدون استفاده از روش¬های ترانسژنیک، از آمنیوسیت‌هایی با ویژگی‌ها و مارکرهای بیشتر مزانشیمی سلول‌های پرتوانی با قابلیت تشکیل EB (که مارکرهای هر سه رده زاینده را بیان می¬کنند) و تراتوما به‌دست آورند (114, 113). رویکرد دیگری که در دهه اخیر برای جداسازی AFSCs مورد توجه زیادی قرار گرفته استفاده از روش¬های انتخابی مبتنی بر جذب مارکر‌های سطحی می‌باشد، مانند استفاده از مارکر c-KIT یا CD-117 در ستون‌های جذبی (Fluorescence-activated cell sorting or FACS). مطالعات نشان می‌دهد یک درصد از آمنیوسیت‌ها را انواعی تشکیل می‌‌دهند که دارای مارکر سطحی c-KIT می‌باشد. اولین بار De Coppi و همکارانش در سال 2007 موفق به جداسازی سلول‌های CD-117+ از مایع آمنیوتیک شدند که بررسی‌های متعاقب آن‌ها نشان از پرتوانی و ظرفیت تمایزی این جمعیت سلولی به هر سه رده زاینده بود (74). اغلب گزارش‌ها در این موارد حاکی از جداسازی AFSCs با وضعیت حدواسط می‌باشد که مارکرهای چندتوانی MSCs و پرتوانی hESCs و iPSCs را باهم بروز می‌دهند (15،103،115). این سلول‌ها علاوه‌بر بروز ویژگی‌ها و مارکرهای مزانشیمی، برخی از آنتی‌ژن‌های مرتبط با مرحله رویانی مانند SSEA-4 را بیان می‌کنند در حالیکه مارکرهای دیگر همین گروه، یعنی SSEA-3 و Tra-1-81 را بیان نمی-کنند. چنین پروفایلی شباهت زیادی به پروفایل بیانی hESCs و iPSCs دارد، ولی به‌طور کامل آن را نمایندگی نمی‌‌کند (116).
3-2- سلول‌های بنیادی مایع آمنیوتیک، ویژگی‌های عمومی
فارغ از روش جداسازی و فنوتیپ سلول‌های حاصل، سلول‌های بنیادی مایع آمنیوتیک یا AFSCs ویژگی‌های عمومی بسیار جالب توجهی دارند که سبب شده تا مورد توجه زیادی قرار گیرند. تا کنون بررسی¬های زیادی که در رابطه با ظرفیت تمایزی آن‌ها صورت گرفته نشان داده است این سلول‌ها توانایی تمایز چنددودمانی به سلول‌های مشتق از هر سه لایه زاینده را دارند، از جمله تمایز به سلول‌های کبدی (مشتق از اندودرم)، فیبروبلاستی، چربی، استخوانی، ماهیچه¬ای، اندوتلیال، غضروفی، قلبی (مشتق از مزودرم) و سلول‌های شبه عصبی (Neural-like Cells) (مشتق از اکتودرم) (117, 107, 99). هم‌چنین این سلول‌ها ظرفیت کلونال بالایی دارند، به‌طوری‌که یک سلول منفرد می¬تواند جمعیتی از سلول¬ها را ایجاد کند که توانایی تمایز به سلول‌های هر سه رده زاینده را دارند (118, 8). یکی از ویژگی‌‌های شاخص سلول‌های بنیادی ظرفیت خودنوزایی (Self-renewal) است. مطالعه سلول‌های بنیادی مایع آمنیوتیک نشان داده این سلول¬ها در طول بیش از 250 مضاعف‌شدگی جمعیت (Population doublings) (119) ظرفیت خودنوزایی خود را هم‌چنان حفظ می¬کنند، درحالی¬که بر اساس محدوده Hayflick این ویژگی در رابطه با اغلب سلول‌های پسا-رویانی (Post-embryonic) حدود 50 مضاعف‌شدگی است. بسیاری از پژوهشگران ظرفیت خودنوزایی بالای این سلول‌ها را به فعالیت تلومرازی آن‌ها نسبت می¬دهند (120, 74). هم‌چنین مقایسه MSCs به‌دست آمده از مایع آمنیوتیک با انواع جدا شده از سایر منابع، مانند خون بند ناف و مغز استخوان، نشان دهنده سرعت رشد و تکثیر بالاتر این سلول¬ها می¬باشد (87). نکته جالب توجه دیگر در مورد این سلول¬ها عدم تشکیل تراتوما توسط آن‌ها می‌باشد، به‌طوری‌که برخلاف ESCs، کاشت این سلول¬ها در موش¬های دچار نقص ایمنی (Immune-deficient mice) هیچ‌گونه توموری تولید نمی¬کند (8). این ویژگی در رابطه با کاربرد بالینی این سلول-ها بسیار حائز اهمیت می¬باشد، زیرا یکی از موارد محدود‌کننده استفاده از hESCs در سلول درمانی تشکیل تراتوما در گیرنده پیوند توسط این سلول‌ها می¬باشد (121). به عنوان مثال در مطالعه De Coppi و همکاران هیچ یک از 4 رده سلول‌های بنیادی مایع آمنیوتیک آزمایش شده، حتی در آخرین پاساژ، نتوانستند در موش‌های نقص ایمنی ترکیبی شدید (Severe combined immunodeficient (SCID) mice) توموری ایجاد کنند (74). از طرفی علی‌رغم تمام شباهت‌هایی که سلول‌های بنیادی مایع آمنیوتیک با سلول‌های بنیادی رویانی دارند، برخلاف انواع رویانی، رشد و حفظ حالت غیرتمایز یافته (Undifferentiated status) در این سلول‌ها نیازی به لایه تغذیه‌کننده (Feeder layer) ندارد. این ویژگی در رابطه با امنیت پیوند با این سلول‌ها اهمیت بالایی دارد زیرا وجود لایه تغذیه‌کننده احتمال آلودگی را افزایش می‌دهد (118, 8). علاوه‌بر ویژگی‌های اشاره شده، فعالیت ضد-التهابی (Anti-inflammatory) و سرکوب‌کننده تعدیل‌کننده سیستم ایمنی (Immunosuppressive- immunomodulatory) در این سلول‌ها نیز توجه زیادی را به خود جلب کرده است. این نوع فعالیت‌های ایمونولوژیک که به علت ترشح طیف گسترده‌ای از سیتوکین‌ها و کموکین‌های ضدالتهابی ایجاد می‌گردد در برخی از سلول‌های بنیادی همچون MSCs جدا شده از مغز استخوان و بافت چربی (به‌عنوان سلول‌های بنیادی بزرگسال) و نیز خون بند ناف و مایع آمنیوتیک (به‌‌عنوان سلول‌های بنیادی جنینی) مشاهده شده است (123, 122). در واقع ویژگی تعدیل‌کنندگی سیستم ایمنی در MSCs بر اساس منشاء بافتی که سلول‌های بنیادی از آن به‌دست آمده، هم‌چنین روش جداسازی و کشت سلول‌ها می‌تواند متفاوت باشد (124). همین ویژگی سرکوب کننده- تعدیل‌کننده سیستم ایمنی در MSCs به‌ویژه در انواع جنینی آن هم‌چون AFSCs مزیت خاصی به این سلول‌ها جهت سلول درمانی و پیوند سلولی می-بخشد، زیرا استفاده از آن‌ها خطر پس‌زدن پیوند را کاهش می‌دهد (125, 1). در فرآیندی به نام بازپیوند اتولوگ (Autologous reimplantation) می‌توان از سلول‌های بنیادی مایع آمنیوتیک یک جنین برای پیوند به همان جنین، قبل یا پس از تولد، و نیز اعضای خانواده او استفاده کرد، زیرا شانس تطابق آنتی‌ژن‌های HLA در آن‌ها بسیار بالا می‌باشد. از نظر تئوری بانکی با صد هزار نمونه سلول بنیادی مایع آمنیوتیک می‌تواند از نظر آنتی‌ژن‌های HLA با 99 درصد جمعیت تطابق داشته باشد (96). از طرفی مطالعات نشان داده است سلول‌های مزانشیمی مشتق از مایع آمنیوتیک را می‌توان بدون نیاز به همسانی آنتی‌‌ژن‌های HLA به گیرنده‌های غیرخویشاوند پیوند زد. این ویژگی را به فعالیت تعدیل-کنندگی سیستم ایمنی این سلول‌ها نسبت می‌دهند که در اثر ترشح طیف گسترده‌ای از سیتوکین‌ها و کموکین‌های ضدالتهابی و مهار پاسخ التهابی توسط آن‌ها ایجاد می‌گردد (126, 123). مجموعه این ویژگی‌ها از جمله ظرفیت خودنوزایی بالا، فعالیت ضدالتهابی و سرکوب کننده- تعدیل کننده سیستم ایمنی و هم‌چنین ماهیت بینابینی این سلول‌ها (حالتی مابین سلول‌های بنیادی رویانی و سوماتیک) باعث شده AFSCs نامزد خوبی برای استفاده در فرآیندهای درمانی مانند پیوند سلولی و سلول درمانی باشند، زیرا علاوه‌بر فقدان برخی ویژگی‌های مضر سلول‌های بنیادی رویانی هم‌چون مشکلات اخلاقی و توموزایی hESCs، دشواری‌های سلول‌های بنیادی سوماتیک (بالغ) را در نمونه‌گیری و جداسازی نیز ندارند (74). 3- سلول‌های بنیادی مایع آمنیوتیک؛ کاربردها
ظرفیت خودنوزایی بالا و تمایز چند دودمانی در AFSCs، به‌ویژه انواع مزانشیمی آن (AF-MSCs)، نشان‌دهنده پتانسیل فراوان این سلول¬ها در مهندسی بافت و پزشکی بازساختی می‌باشد. مطالعات زیادی در این زمینه انجام گرفته است که کاربرد این سلول‌ها را در درمان بیماری‌های مختلف نشان می‌دهند. مطالعات گسترده¬ای قابلیت این سلول‌ها را در ترمیم بافت‌های مختلف اثبات کرده‌اند، از جمله ترمیم دریچه¬های قلب، تاندون¬ها، استخوان، غضروف و غیره (41،43،47،50). هم‌چنین مطالعات متعددی حاکی از نقش مثبت این سلول‌ها در ترمیم زخم‌های داخلی از جمله زخم مثانه، ریه و کلیه (56،127،128)، و نیز پتانسیل آن‌ها در درمان بیماری‌های عصبی تخریب شونده بوده است (129). از این سلول‌ها می‌توان در درمان ناهنجاری‌‌های مادرزادی (Congenital anomalies) که ریشه ژنتیکی ندارند نیز استفاده کرد. در این فرآیند از سلول‌های جنین دچار ناهنجاری استفاده می‌شود، به‌طوری‌که با جداسازی، کشت و تمایز آن‌ها به‌صورت برون‌تنی (ex vivo) می‌توان مجدداً آن‌ها را، پیش یا پس از تولد، به جنین یا کودک پیوند زد (130). از این رو، استفاده از این سلول‌ها می‌‌تواند راهی جایگزین جهت اصلاح بیماری‌های مادرزادی پیش از تولد باشد (132, 131).
مطالعه‌ای که توسط Ditadi و همکاران صورت گرفت برای اولین بار نشان داد با استفاده از AFSCs جدا شده از موش می‌توان توانایی خون‌سازی را در موش‌هایی که تحت تابش کشنده قرار گرفته بودند را مجدداً احیا کرد (133). در مطالعه دیگری توسط Tatiana و همکاران، AFSCs نشاندار شده با نانوذره اکسید آهن به ورید دمی مدل حیوانی سکته مغزی تزریق شد. پیگیری این مطالعه حاکی از مهاجرت این سلول‌ها به کانون ایسکمی، کاهش میزان انفارکتوس و بهبود نقص‌های حرکتی بود که عمدتاً به‌دلیل توانایی آن‌ها در مکانیسم‌های بازساختی درونی بوده است (135, 134). مطالعه دیگری در سال 2012 توسط Skardal و همکاران نشان داد AFSCs و MSCs جدا شده از مغز استخوان که در ژل فیبرین کلاژن حل شده بود نتایج مثبتی را برای درمان زخم¬های پوستی قطور در موش‌های Nu/Nu بروز داد. نتایج این پژوهش بسته شدن زخم، پوست¬زایی مجدد، افزایش تراکم مویرگ‌ها و قطر آن‌ها، مهاجرت موقت AFSCs به محل زخم، افزایش رگ‌زایی، القای مهاجرت سلول‌های اندوتلیال، ترشح فاکتورهای رشد و اثرات پاراکرین این سلول‌ها بر روی زخم و نهایتاً تسریع بهبود آن را نشان داد که حاکی از پتانسیل بالقوه این سلول‌ها جهت درمان زخم‌های سوختگی و آسیب‌های پوستی گسترده است (136). در مطالعه Cheng و همکاران، با استفاده از فاکتور نروتروفیک مشتق از سلول‌های گلیا، AF-MSCs ترانسفکت شدند و سپس به موش‌های دارای آسیب عصب سیاتیک پیوند زده شدند. یافته‌های این پژوهش حاکی از آن است که این سلول‌ها را می‌توان به‌طور بالقوه در سلول درمانی آسیب‌های نخاعی استفاده کرد (137). هم‌چنین در مطالعه‌ای مشابه که توسط Shulin و همکاران انجام شد، اثر AF-MSCs بر فیبروز بینابینی کلیوی به‌صورت درون‌تنی در مدل‌های حیوانی مورد بررسی قرار گرفت. نتایج این مطالعه بیانگر کاهش استرس اکسیداتیو و التهاب، ترمیم مویرگ‌های کلیوی، کاهش هیپوکسی بافتی و آسیب‌های میتوکندریایی و در نهایت کاهش فیبروز بینابینی کلیوی، پس از پیوند این سلول‌ها بود (139, 138). از طرف دیگر، علاوه‌بر نقش این سلول‌ها در ترمیم و پزشکی بازساختی، کاربرد این سلول‌ها در مهندسی بافت نیز مشخص شده است. اولین بار Kaviani و همکاران در سال 2001 این پتاسیل را نشان دادند (38). از آن پس تا به امروز، مطالعات مختلفی پتانسیل بالای این سلول‌ها در مهندسی بافت‌های مختلف را نشان داده¬اند. برای مثال استفاده از این سلول‌ها در داربست کلاژنی جهت بازسازی نقائص جمجمه و بافت استخوان در مدل‌های حیوانی، نتایج موفقیت آمیزی را در پی داشته است (141, 140). علاوه‌بر این، در پژوهشی که توسط Schmidt و همکاران انجام شد، پس از تخلیص، تمایز و آنالیز AFSCs، این سلول‌ها به مدت 4 ماه فریز شده و سلول‌های دوباره کشت شده پس از بررسی مجدد در مهندسی بافت دریچه قلب به‌کار برده شدند. نتایج این پژوهش نشان میدهد که بانک این سلول‌ها، می‌تواند منبعی از سلول‌های اتولوگ جهت مهندسی بافت قلب مورد استفاده قرار گیرند (142-146). علاوه‌بر پتانسیل این سلول‌ها در مهندسی بافت و پزشکی بازساختی، مطالعات مختلفی در زمینه کاربرد این سلول¬ها در درمان سرطان‌ها نیز انجام شده است. به‌عنوان مثال، در مطالعه‌‌¬ای که توسط Kang و همکاران به انجام رسیده است، بیان شده که پیوند AFSCs انسانی بیان کننده تیمیدین کیناز و سیتوزین دآمیناز به موش‌های دارای تومور پستان، رشد تومور را مهار می‌کند (147). این شواهد نشان می‌دهند که این سلول‌ها می¬توانند به عنوان درمانی ایمن و موثر، جهت مقابله با سرطان مورد توجه قرار گیرند و هم‌چنین از آن‌ها به‌عنوان ناقلی بالقوه در سیستم‌های هدایت‌کننده ژن مبتنی بر سلول ژن درمانی سرطان‌ها و هدف‌گیری اختصاصی بدخیمی‌ها استفاده کرد (149, 148).
4- روش¬های جداسازی سلول از مایع آمنیوتیک
تا‌کنون روش¬های متنوع زیادی برای جداسازی سلول‌های بنیادی مایع آمنیوتیک توسط پژوهشگران مختلف مورد استفاده قرار گرفته است. در تمامی این پروتکل‌ها در ابتدا سلول¬ها توسط سانتریفیوژ از مایع آمنیوتیک جدا شده و رسوب سلولی حاصل را به محیط کشت انتقال می‌دهند (14). به‌طور کلی فرآیند کشت در این پروتکل‌ها، فارغ از نوع و محتویات محیط کشت، به چند گروه مجزا تقسیم می‌شوند:
1) کشت تک مرحله‌ای: در این پروتکل کشت اولیه به مدت 7 روز دست نخورده باقی مانده و سپس به‌طور دوره‌ای محیط کشت آمنیوسیت‌ها تعویض می‌گردد، از این رو منبع سلول‌های بنیادی به‌دست آمده سلول‌هایی با چسبندگی بالا در مایع آمنیوتیک هستند. این پروتکل یک روش کلاسیک در کشت آمنیوسیت‌ها محسوب می‌شود و تا به امروز نیز هم‌چنان توسط پژوهشگران مورد استفاده قرار می‌گیرد (150, 5).
2) کشت دو مرحله‌ای: در این شیوه پس از گذشت 5 روز از کشت اولیه سلول‌هایی که هم‌چنان به سطح متصل نیستند جمع¬آوری شده و سپس در یک کشت ثانویه تکثیر می‌شوند، بنابراین منبع سلول‌ها در این روش آمنیوسیت‌هایی با ویژگی چسبندگی کم هستند. این پروتکل اولین بار توسط Tsai و همکاران پیشنهاد گردید (40) و پس از آن توسط پژوهشگران دیگر نیز استفاده شد (152, 151). در واقع اساس جداسازی سلول‌های بنیادی در این روش زمان مورد نیاز برای چسبندگی آن‌ها به سطح کشت می¬باشد که حداقل این زمان 5 روز است. 3) انتخاب سلول بر اساس مارکرهای سطحی: در این روش سلول‌ها بر‌اساس یک مارکر ویژه سلول‌های بنیادی از نمونه اولیه مایع آمنیوتیک جدا می¬شوند، سپس سلول‌های جدا شده کشت و تکثیر می‌شوند. از جمله مارکرهایی که در این روش مورد استفاده قرار می‌گیرند C-Kit (CD117) و CD133 می‌باشند. مارکر سطحی C-Kit یک رسپتور تیروزین‌کیناز است که در انواعی از سلول‌های بنیادی مانند hESCs، hECCs و سلول‌های بنیادی خون‌ساز (Hematopoietic stem cells  or HSCs) وجود دارد. مارکر CD133 نیز آنتی¬ژن شناخته شده انواع مختلفی از سلول‌های بنیادی مانند سلول‌های بنیادی رویانی موشی (Mouse embryonic stem cells or mESCs)، و انواع سلول‌های انسانی hESCs، hECCs و HSCs می¬باشد (153). بسیاری از گروه‌های تحقیقاتی برای جداسازی سلول‌های بنیادی مایع آمنیوتیک از این روش استفاده کرده¬اند (74،133،154،155).
4) کشت کوتاه مدت همراه با جداسازی فیزیکی سلول مورد نظر: در این روش ابتدا طی دوره کوتاهی آمنیوسیت‌ها کشت داده شده و سپس کلونی‌های فیبروبلاستی به‌صورت فیزیکی جدا می¬شوند. در نهایت سلول‌های به‌دست آمده از این کلونی‌ها کشت و تکثیر می‌‌شوند (156). بر اساس همین پروتوکل، Phermthai و همکاران روش بهینه شده¬ای طراحی کردند که به‌روش سلول آغازگر (Starter-cell) موسوم است (157). نکته قابل توجه در رابطه با این پروتکل‌ها فنوتیپ سلول‌های به‌دست آمده می¬باشد، به‌‌طوریکه در هر مورد سلول‌ها فنوتیپ متفاوتی دارند. این تنوع فنوتیپی حتی در مورد سلول‌هایی که با یک روش ولی با اجزای کشت متفاوت به‌دست آمده¬اند نیز دیده می¬شود که در حقیقت بازتابی از ناهمگونی موجود در سلول‌های مایع آمنیوتیک است. از طرفی فارغ از روش استفاده شده برای جداسازی، کلون¬های به‌دست آمده ویژگی¬های مشترکی نیز دارند. در تمامی پروتکل‌های اشاره شده سلول‌های به‌دست آمده فنوتیپ مزانشیمی داشته و همگی مارکرهای MSCs از جمله CD44، CD29، CD90 و CD105 را بروز می‌دهند. از طرفی اغلب این کلون‌ها برخی از ژن‌های مرتبط با پرتوانی را نیز بیان کرده (مانند Oct4، Nanog و SSEA-4) و پتانسیل تمایز چنددودمانی در محیط in vitro در برخی از آن‌ها مشخص شده است (14).
5- سرماداری، حفظ و نگهداری و استفاده مجدد از آمنیوسیت‌ها : استفاده بالینی از AFSCs در فرآیندهای پیوند سلولی نیازمند حفظ و نگهداری از این سلول¬ها با استفاده از روش¬های سرماداری و گاهی به‌صورت طولانی‌مدت، می‌باشد. نکته قابل توجه دیگر در استفاده بالینی از سلول‌های بنیادی مایع آمنیوتیک در نظر گرفتن مرحله انجماد است، زیرا لازمه استفاده از این سلول‌ها حفظ آن‌ها می‌باشد. از طرفی به علت فاصله¬ای 4 تا 6 ماهه بین زمان آمنیوسنتز و تولد نوزاد، حتی استفاده از این سلول¬ها برای خود نوزاد نیز نیازمند انجماد آن‌ها می‌باشد (158). تا‌کنون روش‌های مختلفی برای این منظور مطرح شده است که اساس تمام آن‌ها استفاده از یک منبع تغذیه¬ای به همراه یک ضدیخ (Cryoprotectant) (با درصدهای مختلف) می‌باشد. کارکرد ضدیخ به‌طور ساده افزایش غلظت کلی تمام ترکیبات موجود در سیستم و متعاقباً کاهش مقدار یخ تشکیل شده در حالت انجماد می¬باشد (159). تا‌کنون مطالعات متعددی در رابطه با جداسازی و انجماد انواع سلول‌های بنیادی، از جمله AFSCs صورت گرفته است. مطالعه Steigman و همکاران برای اولین بار AF-MSCs را طبق استانداردهای سلول‌درمانی FDA جداسازی و آماده استفاده در روند درمانی کردند (87). این گروه با ارائه یک پروتکل سه مرحله¬ای، سلول‌های بنیادی را برای استفاده بالینی از مایع آمنیوتیک جدا کردند. در مرحله اول که مرحله توسعه اولیه پیش از انجماد است، سلول¬ها تحت شرایط استریل جداسازی و تعیین فنوتیپ شدند؛ معیار خروج سلول‌ها از انجماد عدم رشد به‌مدت حداقل 2 هفته می¬باشد. در مرحله دوم یا مرحله توسعه ثانویه پس از انجماد، سلول¬ها بعد از 3 تا 5 ماه حفاظت تحت سرماداری وارد شرایط کشت شده و پس از تکثیر، ویژگی¬های آن‌ها مورد بررسی قرار گرفت. معیار خروج سلول¬ها از این مرحله مثبت بودن بیش از 90% آن‌ها برای مارکرهای CD29،  CD73و CD44 (مزانشیمی) و کمتر از 5% برای مارکرهای CD34 و CD45 (خون‌ساز) می‌باشد. از دیگر معیارهای این مرحله که مطابق با استانداردهای FDA می¬باشد وجود بیش از 600 میلیون سلول با زیست¬پذیری (Viability) بالاتر از 70% است که آزمون PCR میکوپلاسما نیز در آن‌ها منفی باشد. در نهایت در مرحله سوم که آماده¬سازی پیش از جراحی می¬باشد وجود اندوتوکسین در سلول¬ها بررسی شده که معیار خروج از آن میزان کمتر از EU/ml 5 بود. هم‌چنین آزمون رنگ¬آمیزی گرم (Gram staining) نیز بخش دیگری از معیار این مرحله بود که در صورت عدم مشاهده میکروارگانیسم‌ها امکان استفاده سلول¬ها وجود دارد (87). مطالعاتی که بر روی فیبروبلاست¬های انسانی و قرینه¬های منجمد شده آن‌ها انجام گرفته است نشان می¬دهد خروج سلول از انجماد آغازگر یک پاسخ مولکولی "شوک گرمایی" در برابر استرس بیوشیمیایی ناشی از بازگشت از انجماد است (160). از این رو مرحله انجماد می¬تواند بسیاری از ویژگی‌های سلول را تغییر دهد، از جمله طول عمر و پیری (Senescence) سلول، زیست¬پذیری سلول¬ها، نوع و میزان مارکرها و گیرنده‌های سطحی و تولیدات سلولی (161). به‌عنوان مثال Moll و همکاران نشان دادند که مرحله انجماد علاوه¬بر کاهش زیست‌پذیری، باعث نقص در فعالیت سرکوب ایمنی MSCs شده و حساسیت آن‌ها را به محرک‌های پیش‌التهابی کاهش می‌دهد (162). با این وجود اثر انجماد بسته به منشاء یک سلول ممکن است متفاوت باشد به‌طوری‌که سلول‌های جنینی در مقایسه با سلول‌های بالغ پس از انجماد قابلیت بقای بیشتری دارند که احتمالاً به تحمل بهتر شرایط تنش اکسیژن توسط این سلول‌ها بر¬می‌گردد (87). بسیاری از محققان تغییراتی که در اثر مرحله انجماد رخ می‌دهد را مسئول تفاوت در نتایج بالینی هنگام استفاده از MSCs پس از مرحله انجماد می‌دانند. به‌عنوان مثال در یک مقاله مروری که Galipeau در مورد شکست برخی از نتایج فاز بالینی منتشر کرد مرحله انجماد را به‌عنوان یکی از عوامل احتمالی در نظر گرفت (161). بسیاری از منابع، شرایط کشت سلول‌ها را در پاسخ آن‌ها نسبت به مرحله انجماد تعیین‌کننده می‌دانند. از طرفی تعداد این سلول¬ها برای استفاده بالینی اهمیت دارد که بستگی به شرایط کشت و توسعه آن‌ها پس از جداسازی دارد. در مورد MSCs شرایط کشت در ویژگی‌های بیولوژیک سلول و محصولات آن به‌ویژه فعالیت تعدیل/سرکوب ایمنی نقش مهمی دارد (163). علاوه‌بر کشت، شرایط انجماد سلول‌ها نیز در ویژگی‌های بیولوژیک آن‌ها اهمیت دارد. مطالعاتی که تاکنون بر روی انواع MSCs جدا شده از منابع جنینی و بزرگسالی انجام شده نشان می‌دهد مواردی هم‌چون میزان DMSO، سرم یا جایگزین‌های حیوانی سرم، و نحوه انجماد، می¬تواند بر روی ویژگی¬های سلول‌های منجمد شده تاثیر¬گذار باشد (164).
نتیجه‌گیری
مایع آمنیوتیک حاوی مخلوطی از انواع مختلف سلولی است که از پوست، دستگاه تنفسی، دستگاه گوارش و دستگاه تناسلی جنین و هم‌چنین غشای آمنیون اطراف آن منشا گرفته‌اند. نظر به اینکه مایع آمنیوتیک پیش از فرایند گاسترولاسیون تولید می‌شود، بسیاری از سلول‌های موجود در این جمعیت ناهمگن دستخوش اختصاصی شدن دودمان خود قرار نگرفته‌اند. بنابراین AF-MSCs ممکن است با دسته جدیدی از سلول‌های بنیادی با خواص پلاستیسیتی بینابین سلول‌های بنیادی پرتوان و بالغ مطابقت داشته باشند. ویژگی¬های منحصر به فرد این سلول‌ها از قبیل تمایز به سلول‌های مشتق از سه لایه زایا، پتانسیل کلون‌زایی بالا، توانایی تشکیل اجسام جنینی، بیان نشانگرهای پرتوانی، ظرفیت خودنوزایی بالا (بیش از 250 مضاعف شدگی جمعیت) همراه با حفظ کاریوتیپ طبیعی در پاساژهای بالا، طول تلومر طولانی به علت تداوم فعالیت تلومرازی و به ویژه عدم تومورزایی، ایمنی‌زایی اندک و هم‌چنین خواص ضدالتهابی و تعدیل¬کننده ایمنی به منظور کاربردهای پزشکی بازساختی موجب شده تا آن‌ها بیش از پیش مورد توجه محققین قرار گیرند. در مقایسه با سلول‌های بنیادی مزانشیمی (MSCs) از منابع دیگر مانند مغز استخوان، AF-MSCs ظرفیت تکثیر و تمایز بیشتری را نشان می‌دهند. از سال 2001، زمانی که برای نخستین بار از AF-MSCs در مهندسی بافت استفاده گردید (کشت شده روی داربستpolyglycolic acid poly-4-hydroxyapatite )، بسیاری از محققان طیف گسترده ای از گزارش¬های مربوط به استفاده از AF-MSCs در پزشکی بازساختی و مهندسی بافت را منتشر کرده‌اند؛ برای مثال AF-MSCs در بازسازی بافت عصبی (ساخت سازه‌ای با AF-MSC و چسب فیبرینی برای بازسازی عصب سیاتیک) و بازسازی ریه (ادغام AF-MSC در میان سلول‌های مخاطی ریه و بیان نشانگرهای آلوئولار و برونشیولار از طریق پیوند آن‌ها به شش آسیب دیده موش) با موفقیت به کار برده شده است. علاوه بر این، نشان داده شده که AF-MSCs دارای پتانسیل بالایی در بازسازی بافت قلبی هستند، همانند نتایج اامیدوارکننده‌ای که تزریق این سلول¬ها به‌طور مستقیم به اطراف نواحی نکروزه در مدل انفارکتوس میوکارد رت در برداشت. به‌طور خلاصه، پیش‌بینی می‌شود که این سلول¬ها یکی از منابع ایده¬آل سلول‌های بنیادی برای کاربردهای پزشکی بازساختی در آینده باشد.
حامی مالی: پژوهشکده بیولوژی تولید مثل
تعارض در منافع: وجود ندارد.  

References:
1-    Abdulrazzak H, Moschidou D, Jones G, Guillot PV. Biological Characteristics of Stem Cells from Foetal, Cord Blood and Extraembryonic Tissues. J R Soc Interface 2010; 7: S689-706.
2-    Czyz J, Wiese C, Rolletschek A, Blyszczuk P, Cross M, Wobus AM. Potential of Embryonic and Adult Stem Cells in Vitro. Biol Chem 2003; 384(10-11): 1391-409.
3-    Hu Y, Liao L, Wang Q, Ma L, Ma G, Jiang X, et al. Isolation and Identification of Mesenchymal Stem Cells from Human Fetal Pancreas. J Lab Clin Med 2003;141(5):342-9.
4-    Noort WA, Scherjon SA, Kleijburg-Van Der Keur C, Kruisselbrink AB, Van Bezooijen RL, Beekhuizen W, et al. Mesenchymal Stem Cells in Human Second-Trimester Bone Marrow, Liver, Lung, And Spleen Exhibit a Similar Immunophenotype but a Heterogeneous Multilineage Differentiation Potential. Haematologica 2003; 88(8): 845-52.
5-    In 'T Anker PS, Scherjon SA, Kleijburg-Van Der Keur C, De Groot-Swings GM, Claas FH, Fibbe WE, et al. Isolation of Mesenchymal Stem Cells of Fetal or Maternal Origin from Human Placenta. Stem Cells 2004; 22(7): 1338-45.
6-    Beta J, Lesmes-Heredia C, Bedetti C, Akolekar R. Risk of Miscarriage Following Amniocentesis and Chorionic Villus Sampling: A Systematic Review of the Literature. Minerva Ginecol 2018; 70(2): 215-9.
7-    Pappa KI, Anagnou NP. Novel Sources of Fetal Stem Cells: Where do they Fit on the Developmental Continuum? Regen Med 2009; 4(3): 423-33.
8-    Fauza DO, Bani M. Fetal Stem Cells in Regenerative Medicine: Principles and Translational Strategies. New York: Springer 2016; 181-202.
9-    Maguire CT, Demarest BL, Hill JT, Palmer JD, Brothman AR, Yost HJ, et al. Genome-Wide Analysis Reveals the Unique Stem Cell Identity of Human Amniocytes. Plos One 2013; 8(1): E53372.
10-    Eiben B, Goebel R, Hansen S, Hammans W. Early Amniocentesis--A Cytogenetic Evaluation of Over 1500 Cases. Prenat Diagn 1994; 14(6): 497-501.
11-    Harman CR. Amniotic Fluid Abnormalities. Semin Perinatol 2008; 32(4): 288-94.
12-    Gholizadeh-Ghalehaziz S, Farahzadi R, Fathi E, Pashaiasl M. A Mini Overview of Isolation, Characterization and Application of Amniotic Fluid Stem Cells. Int J Stem Cells 2015; 8(2): 115-20.
13-    Fauza D. Amniotic Fluid and Placental Stem Cells. Best Pract Res Clin Obstet Gynaecol 2004; 18(6): 877-91.
14-    Klemmt PA, Vafaizadeh V, Groner B. The Potential of Amniotic Fluid Stem Cells for Cellular Therapy and Tissue Engineering. Expert Opin Biol Ther 2011; 11(10): 1297-314.
15-    Loukogeorgakis SP, De Coppi P. Concise Review: Amniotic Fluid Stem Cells: The Known, The Unknown, And Potential Regenerative Medicine Applications. Stem Cells 2017; 35(7): 1663-73.
16-    Jacobson CB, Barter RH. Intrauterine Diagnosis and Management of Genetic Defects. American Journal of Obstetrics & Gynecology 1967; 99(6): 796-807.
17-    Nelson MM, Emery AE. Amniotic Fluid Cells; Prenatal Sex Prediction and Culture. Br Med J 1970; 1(5695):523-6.
18-    Fuchs F, Riis P. Antenatal Sex Determination. Nature 1956; 177(4503): 330.
19-    Steele MW, Breg WR, Jr. Chromosome Analysis of Human Amniotic-Fluid Cells. Lancet 1966; 1(7434): 383-5.
20-    Demars R, Sarto G, Felix JS, Benke P. Lesch-Nyhan Mutation: Prenatal Detection With Amniotic Fluid Cells. Science 1969; 164(3885): 1303-5.
21-    Gray C, Davidson RG, Cohen MM. A Simplified Technique for the Culture of Amniotic Fluid Cells. J Pediatr 1971; 79(1): 119-22.
22-    Marchant GS. Evaluation of Methods of Amniotic Fluid Cell Culture. Am J Med Technol 1971; 37(10): 391-6.
23-    Hoehn H, Bryant EM, Karp LE, Martin GM. Cultivated Cells from Diagnostic Amniocentesis in Second Trimester Pregnancies. I. Clonal Morphology and Growth Potential. Pediatr Res 1974; 8(8): 746-54.
24-    Priest RE, Priest JH, Moinuddin JF, Keyser AJ. Differentiation in Human Amniotic Fluid Cell Cultures: I: Collagen Production. J Med Genet 1977; 14(3): 157-62.
25-    Megaw JM, Priest JH, Priest RE, Johnson LD. Differentiation in Human Amniotic Fluid Cell Cultures: II: Secretion of an Epithelial Basement Membrane Glycoprotein. J Med Genet. 1977; 14(3): 163-7.
26-    Aula P, Von Koskull H, Teramo K, Karjalainen O, Virtanen I, Lehto VP, et al. Glial Origin of Rapidly Adhering Amniotic Fluid Cells. Br Med J 1980; 281(6253): 1456-7.
27-    Priest RE, Priest JH, Moinuddin JF, Sgoutas DS. Differentiation in Human Amniotic Fluid Cell Cultures: Chorionic Gonadotropin Production. In Vitro 1979; 15(2): 142-7.
28-    Sarkar S, Chang HC, Porreco RP, Jones OW. Neural Origin of Cells in Amniotic Fluid. Am J Obstet Gynecol 1980; 136(1): 67-72.
29-    Hoehn H, Salk D. Morphological and Biochemical Heterogeneity of Amniotic Fluid Cells in Culture. Methods Cell Biol 1982; 26: 11-34.
30-    Wilson PG, Devkota L, Payne T, Crisp L, Winter A, Wang Z. Clonal Populations of Amniotic Cells by Dilution and Direct Plating: Evidence for Hidden Diversity. Stem Cells Int 2012; 2012: 485950.
31-    Pentz S, Horler H. A Cryopreservative Procedure for Storing Cultivated and Uncultivated Amniotic Fluid Cells in Liquid Nitrogen. J Med Genet 1980; 17(6): 472-5.
32-    Schmidt D, Achermann J, Odermatt B, Genoni M, Zund G, Hoerstrup SP. Cryopreserved Amniotic Fluid-Derived Cells: A Lifelong Autologous Fetal Stem Cell Source for Heart Valve Tissue Engineering. J Heart Valve Dis 2008;17(4): 446-55.
33-    Cho HJ, Lee SH, Yoo JJ, Shon YH. Evaluation of Cell Viability and Apoptosis in Human Amniotic Fluid-Derived Stem Cells with Natural Cryoprotectants. Cryobiology 2014; 68(2): 244-50.
34-    Seo JM, Sohn MY, Suh JS, Atala A, Yoo JJ, Shon YH. Cryopreservation of Amniotic Fluid-Derived Stem Cells Using Natural Cryoprotectants and Low Concentrations of Dimethylsulfoxide. Cryobiology 2011; 62(3): 167-73.
35-    Byrne D, Azar G, Nicolaides K. Why Cell Culture is Successful after Early Amniocentesis. Fetal Diagn Ther 1991; 6(1-2): 84-6.
36-    Torricelli F, Brizzi L, Bernabei PA, Gheri G, Di Lollo S, Nutini L, et al. Identification of Hematopoietic Progenitor Cells in Human Amniotic Fluid Before The 12th Week of Gestation. Ital J Anat Embryol 1993; 98(2): 119-26.
37-    Mosquera A, Fernandez JL, Campos A, Goyanes VJ, Ramiro-Diaz J, Gosalvez J. Simultaneous Decrease of Telomere Length and Telomerase Activity with Ageing of Human Amniotic Fluid Cells. J Med Genet 1999; 36(6): 494-6.
38-    Kaviani A, Perry TE, Dzakovic A, Jennings RW, Ziegler MM, Fauza DO. The Amniotic Fluid as a Source of Cells for Fetal Tissue Engineering. J Pediatr Surg 2001; 36(11): 1662-5.
39-    Prusa AR, Marton E, Rosner M, Bernaschek G, Hengstschlager M. Oct-4-Expressing Cells in Human Amniotic Fluid: A New Source for Stem Cell Research? Hum Reprod 2003; 18(7): 1489-93.
40-    Tsai MS, Lee JL, Chang YJ, Hwang SM. Isolation of Human Multipotent Mesenchymal Stem Cells from Second-Trimester Amniotic Fluid Using a Novel Two-Stage Culture Protocol. Hum Reprod 2004; 19(6): 1450-6.
41-    Dai W, Kloner RA. Myocardial Regeneration by Human Amniotic Fluid Stem Cells: Challenges to be Overcome. J Mol Cell Cardiol 2007; 42(4): 730-2.
42-    Donaldson AE, Cai J, Yang M, Iacovitti L. Human Amniotic Fluid Stem Cells Do Not Differentiate Into Dopamine Neurons in Vitro or after Transplantation in Vivo. Stem Cells Dev 2009; 18(7): 1003-12.
43-    Fuchs JR, Kaviani A, Oh JT, Lavan D, Udagawa T, Jennings RW, et al. Diaphragmatic Reconstruction with Autologous Tendon Engineered from Mesenchymal Amniocytes. J Pediatr Surg 2004; 39(6): 834-8.
44-    Hartmann-Fritsch F, Hosper N, Luginbuhl J, Biedermann T, Reichmann E, Meuli M. Human Amniotic Fluid Derived Cells Can Competently Substitute Dermal Fibroblasts in a Tissue-Engineered Dermo-Epidermal Skin Analog. Pediatr Surg Int 2013; 29(1): 61-9.
45-    Kim JA, Shon YH, Lim JO, Yoo JJ, Shin HI, Park EK. MYOD Mediates Skeletal Myogenic Differentiation of Human Amniotic Fluid Stem Cells And Regeneration of Muscle Injury. Stem Cell Res Ther 2013; 4(6): 147.
46-    Kunisaki SM, Freedman DA, Fauza DO. Fetal Tracheal Reconstruction with Cartilaginous Grafts Engineered from Mesenchymal Amniocytes. J Pediatr Surg 2006; 41(4): 675-82.
47-    Kunisaki SM, Fuchs JR, Steigman SA, Fauza DO. A Comparative Analysis of Cartilage Engineered from Different Perinatal Mesenchymal Progenitor Cells. Tissue Eng 2007; 13(11): 2633-44.
48-    Pan HC, Chen CJ, Cheng FC, Ho SP, Liu MJ, Hwang SM, et al. Combination of G-CSF Administration and Human Amniotic Fluid Mesenchymal Stem Cell Transplantation Promotes Peripheral Nerve Regeneration. Neurochem Res 2009; 34(3): 518-27.
49-    Pan HC, Cheng FC, Chen CJ, Lai SZ, Lee CW, Yang DY, et al. Post-Injury Regeneration in Rat Sciatic Nerve Facilitated by Neurotrophic Factors Secreted by Amniotic Fluid Mesenchymal Stem Cells. J Clin Neurosci 2007; 14(11): 1089-98.
50-    Schmidt D, Achermann J, Odermatt B, Breymann C, Mol A, Genoni M, et al. Prenatally Fabricated Autologous Human Living Heart Valves Based on Amniotic Fluid Derived Progenitor Cells as Single Cell Source. Circulation 2007; 116(11 Suppl): I64-70.
51-    Steigman SA, Ahmed A, Shanti RM, Tuan RS, Valim C, Fauza DO. Sternal Repair with Bone Grafts Engineered from Amniotic Mesenchymal Stem Cells. J Pediatr Surg 2009; 44(6): 1120-6.
52-    Yang CM, Gong XL, Qiu J, Tang HX, Gong ZJ, Huang SZ, et al. Engraftment of Genetically Modified Human Amniotic Fluid-Derived Progenitor Cells to Produce Coagulation Factor IX After in Utero Transplantation in Mice. Cell Biol Int 2013; 37(5): 420-9.
53-    Yang JD, Choi DS, Cho YK, Kim TK, Lee JW, Choi KY, et al. Effect of Amniotic Fluid Stem Cells and Amniotic Fluid Cells on the Wound Healing Process in a White Rat Model. Arch Plast Surg. 2013; 40(5): 496-504.
54-    Li Y, Xu W, Yan J, Xia Y, Gu C, Ma Y, et al. Differentiation of Human Amniotic Fluid-Derived Mesenchymal Stem Cells into Type II Alveolar Epithelial Cells in Vitro. Int J Mol Med 2014; 33(6): 1507-13.
55-    Kang HH, Kang JJ, Kang HG, Chung SS. Urothelial Differentiation of Human Amniotic Fluid Stem Cells by Urothelium Specific Conditioned Medium. Cell Biol Int 2014; 38(4): 531-7.
56-    Carraro G, Perin L, Sedrakyan S, Giuliani S, Tiozzo C, Lee J, et al. Human Amniotic Fluid Stem Cells Can Integrate and Differentiate into Epithelial Lung Lineages. Stem Cells 2008; 26(11): 2902-11.
57-    Carnevale G, Riccio M, Pisciotta A, Beretti F, Maraldi T, Zavatti M, et al. In Vitro Differentiation into Insulin-Producing Beta-Cells of Stem Cells Isolated from Human Amniotic Fluid and Dental Pulp. Dig Liver Dis 2013; 45(8): 669-76.
58-    Chun SY, Mack DL, Moorefield E, Oh SH, Kwon TG, Pettenati MJ, et al. Pdx1 and Controlled Culture Conditions Induced Differentiation of Human Amniotic Fluid-Derived Stem Cells to Insulin-Producing Clusters. J Tissue Eng Regen Med 2015; 9(5): 540-9.
59-    Trovato L, De Fazio R, Annunziata M, Sdei S, Favaro E, Ponti R, et al. Pluripotent Stem Cells Isolated from Human Amniotic Fluid and Differentiation Into Pancreatic Beta-Cells. J Endocrinol Invest 2009; 32(11): 873-6.
60-    Liu H, Liu DQ, Li BW, Guan LD, Yan ZF, Li YL, et al. Human Amniotic Fluid-Derived Stem Cells Can Differentiate Into Hepatocyte-Like Cells in Vitro and in Vivo. In Vitro Cell Dev Biol Anim 2011; 47(9): 601-8.
61-    De Gemmis P, Lapucci C, Bertelli M, Tognetto A, Fanin E, Vettor R, et al. A Real-Time PCR Approach to Evaluate Adipogenic Potential of Amniotic Fluid-Derived Human Mesenchymal Stem Cells. Stem Cells Dev 2006; 15(5): 719-28.
62-    Kolambkar YM, Peister A, Soker S, Atala A, Guldberg RE. Chondrogenic Differentiation of Amniotic Fluid-Derived Stem Cells. J Mol Histol 2007; 38(5): 405-13.
63-    Preitschopf A, Zwickl H, Li K, Lubec G, Joo G, Rosner M, et al. Chondrogenic Differentiation of Amniotic Fluid Stem Cells and Their Potential for Regenerative Therapy. Stem Cell Rev 2012; 8(4): 1267-74.
64-    Peister A, Porter BD, Kolambkar YM, Hutmacher DW, Guldberg RE. Osteogenic Differentiation of Amniotic Fluid Stem Cells. Biomed Mater Eng 2008; 18(4-5): 241-6.
65-    Sun H, Feng K, Hu J, Soker S, Atala A, Ma PX. Osteogenic Differentiation of Human Amniotic Fluid-Derived Stem Cells Induced by Bone Morphogenetic Protein-7 and Enhanced by Nanofibrous Scaffolds. Biomaterials 2010; 31(6): 1133-9.
66-    Bollini S, Pozzobon M, Nobles M, Riegler J, Dong X, Piccoli M, et al. In Vitro and in Vivo Cardiomyogenic Differentiation of Amniotic Fluid Stem Cells. Stem Cell Rev 2011;7(2):364-80.
67-    Gao Y, Connell JP, Wadhwa L, Ruano R, Jacot JG. Amniotic Fluid-Derived Stem Cells Demonstrated Cardiogenic Potential in Indirect Co-Culture with Human Cardiac Cells. Ann Biomed Eng 2014; 42(12): 2490-500.
68-    Ghionzoli M, Repele A, Sartiani L, Costanzi G, Parenti A, Spinelli V, et al. Human Amniotic Fluid Stem Cell Differentiation Along Smooth Muscle Lineage. FASEB J 2013; 27(12): 4853-65.
69-    Zhang P, Baxter J, Vinod K, Tulenko TN, Di Muzio PJ. Endothelial Differentiation of Amniotic Fluid-Derived Stem Cells: Synergism of Biochemical and Shear Force Stimuli. Stem Cells Dev 2009; 18(9): 1299-308.
70-    Perin L, Giuliani S, Jin D, Sedrakyan S, Carraro G, Habibian R, et al. Renal Differentiation of Amniotic Fluid Stem Cells. Cell Prolif 2007; 40(6): 936-48.
71-    Mareschi K, Rustichelli D, Comunanza V, De Fazio R, Cravero C, Morterra G, et al. Multipotent Mesenchymal Stem Cells from Amniotic Fluid Originate Neural Precursors with Functional Voltage-Gated Sodium Channels. Cytotherapy 2009; 11(5): 534-47.
72-    Toselli M, Cerbai E, Rossi F, Cattaneo E. Do Amniotic Fluid–Derived Stem Cells Differentiate into Neurons in Vitro? Nature Biotechnology 2008; 26(3): 269-70.
73-    Decembrini S, Cananzi M, Gualdoni S, Battersby A, Allen N, Pearson RA, et al. Comparative Analysis of the Retinal Potential of Embryonic Stem Cells and Amniotic Fluid-Derived Stem Cells. Stem Cells Dev 2011; 20(5): 851-63.
74-    De Coppi P, Bartsch G Jr, Siddiqui MM, Xu T, Santos CC, Perin L, et al. Isolation of Amniotic Stem Cell Lines With Potential for Therapy. Nat Biotechnol 2007; 25(1): 100-6.
75-    Lu HE, Yang YC, Chen SM, Su HL, Huang PC, Tsai MS, et al. Modeling Neurogenesis Impairment in Down Syndrome with Induced Pluripotent Stem Cells from Trisomy 21 Amniotic Fluid Cells. Exp Cell Res 2013; 319(4): 498-505.
76-    Pipino C, Mukherjee S, David AL, Blundell MP, Shaw SW, Sung P, et al. Trisomy 21 Mid-Trimester Amniotic Fluid Induced Pluripotent Stem Cells Maintain Genetic Signatures During Reprogramming: Implications for Disease Modeling and Cryobanking. Cell Reprogram 2014; 16(5): 331-44.
77-    Rosner M, Dolznig H, Schipany K, Mikula M, Brandau O, Hengstschlager M. Human Amniotic Fluid Stem Cells as a Model for Functional Studies of Genes Involved in Human Genetic Diseases or Oncogenesis. Oncotarget 2011; 2(9): 705-12.
78-    Siegel N, Rosner M, Hanneder M, Valli A, Hengstschlager M. Stem Cells in Amniotic Fluid as New Tools to Study Human Genetic Diseases. Stem Cell Rev 2007; 3(4): 256-64.
79-    Chun SY, Cho DH, Chae SY, Choi KH, Lim HJ, Yoon GS, et al. Human Amniotic Fluid Stem Cell-Derived Muscle Progenitor Cell Therapy For Stress Urinary Incontinence. J Korean Med Sci 2012; 27(11): 1300-7.
80-    Jiang G, Di Bernardo J, Maiden MM, Villa-Diaz LG, Mabrouk OS, Krebsbach PH, et al. Human Transgene-Free Amniotic-Fluid-Derived Induced Pluripotent Stem Cells for Autologous Cell Therapy. Stem Cells Dev 2014; 23(21): 2613-25.
81-    Morigi M, De Coppi P. Cell Therapy for Kidney Injury: Different Options and Mechanisms--Mesenchymal and Amniotic Fluid Stem Cells. Nephron Exp Nephrol 2014;126(2):59.
82-    Peng SY, Chou CJ, Cheng PJ, Ko IC, Kao YJ, Chen YH, et al. Therapeutic Potential of Amniotic-Fluid-Derived Stem Cells on Liver Fibrosis Model in Mice. Taiwan J Obstet Gynecol 2014; 53(2): 151-7.
83-    Rehni AK, Singh N, Jaggi AS, Singh M. Amniotic Fluid Derived Stem Cells Ameliorate Focal Cerebral Ischaemia-Reperfusion Injury Induced Behavioural Deficits in Mice. Behav Brain Res 2007; 183(1): 95-100.
84-    Sedrakyan S, Da Sacco S, Milanesi A, Shiri L, Petrosyan A, Varimezova R, et al. Injection of Amniotic Fluid Stem Cells Delays Progression of Renal Fibrosis. J Am Soc Nephrol 2012; 23(4): 661-73.
85-    Zagoura DS, Roubelakis MG, Bitsika V, Trohatou O, Pappa KI, Kapelouzou A, et al. Therapeutic Potential of a Distinct Population of Human Amniotic Fluid Mesenchymal Stem Cells and their Secreted Molecules in Mice with Acute Hepatic Failure. Gut 2012; 61(6): 894-906.
86-    Zheng YB, Zhang XH, Huang ZL, Lin CS, Lai J, Gu YR, et al. Amniotic-Fluid-Derived Mesenchymal Stem Cells Overexpressing Interleukin-1 Receptor Antagonist Improve Fulminant Hepatic Failure. Plos One 2012; 7(7): E41392.
87-    Steigman SA, Armant M, Bayer-Zwirello L, Kao GS, Silberstein L, Ritz J, et al. Preclinical Regulatory Validation of a 3-Stage Amniotic Mesenchymal Stem Cell Manufacturing Protocol. J Pediatr Surg 2008; 43(6): 1164-9.
88-    Simantov R. Amniotic Stem Cell International. Reprod Biomed Online 2008; 16(4): 597-8.
89-    Wu HW, Lin XZ, Hwang SM, Lee GB. The Culture and Differentiation of Amniotic Stem Cells Using a Microfluidic System. Biomed Microdevices 2009; 11(4): 869-81.
90-    Wu HW, Lin XZ, Hwang SM, Lee GB. A Microfluidic Device for Separation of Amniotic Fluid Mesenchymal Stem Cells Utilizing Louver-Array Structures. Biomed Microdevices 2009; 11(6): 1297-307.
91-    Roubelakis MG, Trohatou O, Anagnou NP. Amniotic Fluid and Amniotic Membrane Stem Cells: Marker Discovery. Stem Cells Int 2012; 2012: 107836.
92-    Chen CP, Lai TC, Chern SR, Li SH, Chou HC, Chen YW, et al. Proteome Differences Between Male and Female Fetal Cells in Amniotic Fluid. Omics 2013;17(1):16-26.
93-    Streubel B, Martucci-Ivessa G, Fleck T, Bittner RE. [In Vitro Transformation of Amniotic Cells to Muscle Cells--Background and Outlook]. Wien Med Wochenschr 1996; 146(9-10): 216-7.
94-    Hoseini SM, Montazeri F, Bahrami AR, Kalantar SM, Rahmani S, Zarein F, et al. Investigating the Expression of Pluripotency-Related Genes in Human Amniotic Fluid Cells: A Semi-Quantitative Comparison Between Different Subpopulations, From Primary to Cultured Amniocytes. Reprod Biol 2020; 20(3): 338-47
95-    Kim J, Lee Y, Kim H, Hwang KJ, Kwon HC, Kim SK, et al. Human Amniotic Fluid-Derived Stem Cells Have Characteristics of Multipotent Stem Cells. Cell Prolif 2007; 40(1): 75-90.
96-    Cetrulo KJ. Perinatal Stem Cells. 2nd Ed. Hoboken NJ: Wiley-Blackwell 2013; 1-13.
97-    Baghaban Eslaminejad M, Jahangir S. Amniotic Fluid Stem Cells and their Application in Cell-Based Tissue Regeneration. Int J Fertil Steril 2012; 6(3): 147-56.
98-    Prusa AR, Hengstschlager M. Amniotic Fluid Cells and Human Stem Cell Research: A New Connection. Med Sci Monit 2002; 8(11): RA253-RA7.
99-    Roubelakis MG, Bitsika V, Zagoura D, Trohatou O, Pappa KI, Makridakis M, et al. In Vitro and in Vivo Properties of Distinct Populations of Amniotic Fluid Mesenchymal Progenitor Cells. J Cell Mol Med 2011; 15(9): 1896-913.
100-    Hoseini SM, Kalantar SM, Bahrami AR, Matin M. Human Amniocytes: A Comprehensive Study on Morphology, Frequency and Growth Properties of Subpopulations from a Single Clone to the Senescence. Cell and Tissue Biology 2020; 14(2): 102-12.
101-    Chen WW. Studies on the Origin of Human Amniotic Fluid Cells by Immunofluorescent Staining of Keratin Filaments. J Med Genet 1982; 19(6): 433-6.
102-    Virtanen I, Von Koskull H, Lehto VP, Vartio T, Aula P. Cultured Human Amniotic Fluid Cells Characterized with Antibodies Against Intermediate Filaments in Indirect Immunofluorescence Microscopy. J Clin Invest 1981; 68(5): 1348-55.
103-    Cananzi M, De Coppi P. CD117(+) Amniotic Fluid Stem Cells: State of the Art and Future Perspectives. Organogenesis 2012; 8(3): 77-88.
104-    Parolini O, Soncini M, Evangelista M, Schmidt D. Amniotic Membrane and Amniotic Fluid-Derived Cells: Potential Tools for Regenerative Medicine? Regen Med 2009; 4(2): 275-91.
105-    Narsinh KH, Sun N, Sanchez-Freire V, Lee AS, Almeida P, Hu S, et al. Single Cell Transcriptional Profiling Reveals Heterogeneity of Human Induced Pluripotent Stem Cells. J Clin Invest 2011; 121(3): 1217-21.
106-    Toyooka Y, Shimosato D, Murakami K, Takahashi K, Niwa H. Identification and Characterization of Subpopulations in Undifferentiated ES Cell Culture. Development 2008; 135(5): 909-18.
107-    Roubelakis MG, Pappa KI, Bitsika V, Zagoura D, Vlahou A, Papadaki HA, et al. Molecular and Proteomic Characterization of Human Mesenchymal Stem Cells Derived From Amniotic Fluid: Comparison to Bone Marrow Mesenchymal Stem Cells. Stem Cells Dev 2007; 16(6): 931-52.
108-    Tsai MS, Hwang SM, Chen KD, Lee YS, Hsu LW, Chang YJ, et al. Functional Network Analysis of the Transcriptomes of Mesenchymal Stem Cells Derived from Amniotic Fluid, Amniotic Membrane, Cord Blood, And Bone Marrow. Stem Cells 2007; 25(10): 2511-23.
109-    Tsai MS, Hwang SM, Tsai YL, Cheng FC, Lee JL, Chang YJ. Clonal Amniotic Fluid-Derived Stem Cells Express Characteristics of both Mesenchymal and Neural Stem Cells. Biol Reprod 2006; 74(3): 545-51.
110-    Zagoura DS, Trohatou O, Bitsika V, Makridakis M, Pappa KI, Vlahou A, et al. AF-Mscs Fate Can be Regulated by Culture Conditions. Cell Death Dis 2013;4(4): E571.
111-    Antonucci I, Di Pietro R, Alfonsi M, Centurione MA, Centurione L, Sancilio S, et al. Human Second Trimester Amniotic Fluid Cells are Able to Create Embryoid Body-Like Structures in Vitro and to Show Typical Expression Profiles of Embryonic and Primordial Germ Cells. Cell Transplant 2014; 23(12): 1501-15.
112-    Savickiene J, Treigyte G, Baronaite S, Valiuliene G, Kaupinis A, Valius M, et al. Human Amniotic Fluid Mesenchymal Stem Cells from Second- And Third-Trimester Amniocentesis: Differentiation Potential, Molecular Signature, And Proteome Analysis. Stem Cells Int 2015; 2015: 319238.
113-    Moschidou D, Mukherjee S, Blundell MP, Jones GN, Atala AJ, Thrasher AJ, et al. Human Mid-Trimester Amniotic Fluid Stem Cells Cultured Under Embryonic Stem Cell Conditions with Valproic Acid Acquire Pluripotent Characteristics. Stem Cells Dev 2013; 22(3): 444-58.
114-    Moschidou D, Mukherjee S, Blundell MP, Drews K, Jones GN, Abdulrazzak H, et al. Valproic Acid Confers Functional Pluripotency To Human Amniotic Fluid Stem Cells in a Transgene-Free Approach. Mol Ther 2012; 20(10): 1953-67.
115-    Arnhold S, Gluer S, Hartmann K, Raabe O, Addicks K, Wenisch S, et al. Amniotic-Fluid Stem Cells: Growth Dynamics and Differentiation Potential after a CD-117-Based Selection Procedure. Stem Cells Int 2011; 2011: 715341.
116-    Kim EY, Lee KB, Kim MK. The Potential of Mesenchymal Stem Cells Derived from Amniotic Membrane and Amniotic Fluid for Neuronal Regenerative Therapy. BMB Rep 2014; 47(3): 135-40.
117-    Manuelpillai U, Moodley Y, Borlongan CV, Parolini O. Amniotic Membrane and Amniotic Cells: Potential Therapeutic Tools to Combat Tissue Inflammation and Fibrosis? Placenta 2011; 32 Suppl 4: S320-5.
118-    Murphy SV, Atala A. Amniotic Fluid and Placental Membranes: Unexpected Sources of Highly Multipotent Cells. Semin Reprod Med 2013; 31(1): 62-8.
119-    Skamel C, Aller SG, Bopda Waffo A. Correction: In Vitro Evolution and Affinity-Maturation with Coliphage Qbeta Display. Plos One 2018; 13(6): E0199953.
120-    Shay JW, Wright WE. Hayflick, His Limit, And Cellular Ageing. Nat Rev Mol Cell Biol 2000; 1(1): 72-6.
121-    Blum B, Benvenisty N. The Tumorigenicity of Human Embryonic Stem Cells. Adv Cancer Res 2008; 100: 133-58.
122-    Le Blanc K, Ringden O. Immunomodulation by Mesenchymal Stem Cells and Clinical Experience. J Int Med 2007; 262(5): 509-25.
123-    Moorefield EC, Mckee EE, Solchaga L, Orlando G, Yoo JJ, Walker S, et al. Cloned, CD117 Selected Human Amniotic Fluid Stem Cells are Capable of Modulating the Immune Response. Plos One 2011; 6(10): E26535.
124-    Kuçi Z, Seiberth J, Latifi-Pupovci H, Wehner S, Stein S, Grez M, et al. Clonal Analysis of Multipotent Stromal Cells Derived From CD271+ Bone Marrow Mononuclear Cells: Functional Heterogeneity and Different Mechanisms of Allosuppression. Haematologica 2013; 98(10): 1609-16.
125-    Hoseini S, Montazeri F, Kalantar S, Bahrami A, Zarein F, Moghadam Matin M. Mesenchymal Stem Cells: Interactions with Immune Cells and Immunosuppressive-Immunomodulatory Properties. Sci J Iranian Blood Transfus Organ 2020; 17(2): 147-69.
126-    Leuning DG, Beijer NRM, Du Fosse NA, Vermeulen S, Lievers E, Van Kooten C, et al. The Cytokine Secretion Profile of Mesenchymal Stromal Cells is Determined by Surface Structure of the Microenvironment. Sci Rep 2018; 8(1): 7716.
127-    De Coppi P, Callegari A, Chiavegato A, Gasparotto L, Piccoli M, Taiani J, et al. Amniotic Fluid and Bone Marrow Derived Mesenchymal Stem Cells Can be Converted to Smooth Muscle Cells in the Cryo-Injured Rat Bladder and Prevent Compensatory Hypertrophy of Surviving Smooth Muscle Cells. J Urol 2007;177(1): 369-76.
128-    Perin L, Sedrakyan S, Giuliani S, Da Sacco S, Carraro G, Shiri L, et al. Protective Effect Of Human Amniotic Fluid Stem Cells in an Immunodeficient Mouse Model of Acute Tubular Necrosis. Plos One 2010; 5(2): E9357.
129-    Kim EY, Lee K-B, Kim MK. The Potential of Mesenchymal Stem Cells Derived from Amniotic Membrane and Amniotic Fluid for Neuronal Regenerative Therapy. BMB Reports 2014; 47(3): 135-40.
130-    Lanza RP, Langer RS, Vacanti J. Principles of Tissue Engineering. 4th ed. Amsterdam: Academic Press, An Imprint of Elsevier; 2014; 511-25.
131-    Kunisaki SM. Amniotic Fluid Stem Cells for the Treatment of Surgical Disorders in the Fetus and Neonate. Stem Cells Trans Med 2018; 7(11): 767-73.
132-    Shaw SWS, Bollini S, Nader KA, Gastadello A, Mehta V, Filppi E, et al. Autologous Transplantation of Amniotic Fluid-Derived Mesenchymal Stem Cells into Sheep Fetuses. Cell Transplant 2011; 20(7): 1015-31.
133-    Ditadi A, De Coppi P, Picone O, Gautreau L, Smati R, Six E, et al. Human and Murine Amniotic Fluid C-Kit+Lin- Cells Display Hematopoietic Activity. Blood 2009; 113(17): 3953-60.
134-    Sibov TT, Pavon LF, Cabral FR, Cunha IF, De Oliveira DM, De Souza JG, et al. Intravenous Grafts of Human Amniotic Fluid-Derived Stem Cells Reduce Behavioral Deficits In Experimental Ischemic Stroke. Cell Transplant 2019; 28(9-10): 1306-1320
135-    Rehni AK, Singh N, Jaggi AS, Singh M. Amniotic Fluid Derived Stem Cells Ameliorate Focal Cerebral Ischaemia-Reperfusion Injury Induced Behavioural Deficits in Mice. Behav Brain Res 2007; 183(1): 95-100.
136-    Skardal A, Mack D, Kapetanovic E, Atala A, Jackson JD, Yoo J, et al. Bioprinted Amniotic Fluid-Derived Stem Cells Accelerate Healing of Large Skin Wounds. Stem Cells Translational Medicine 2012; 1(11): 792-802.
137-    Dar-Yu Y, Meei-Ling S, Hong-Lin S, Fu-Chou C, Ying-Ju C, Chun-Jung C, et al. Dual Regeneration of Muscle and Nerve by Intravenous Administration of Human Amniotic Fluid–Derived Mesenchymal Stem Cells Regulated by Stromal Cell–Derived Factor-1α in a Sciatic Nerve Injury Model. J Neurosurg 2012; 116(6): 1357-67.
138-    Baulier E, Favreau F, Le Corf A, Jayle C, Schneider F, Goujon J-M, et al. Amniotic Fluid-Derived Mesenchymal Stem Cells Prevent Fibrosis and Preserve Renal Function in a Preclinical Porcine Model of Kidney Transplantation. Stem Cells Translat Med 2014; 3(7): 809-20.
139-    Li S, Zhao Y, Wang Z, Wang J, Liu C, Sun D. Transplantation of Amniotic Fluid-Derived Stem Cells Preconditioned with Glial Cell Line-Derived Neurotrophic Factor Gene Alleviates Renal Fibrosis. Cell Transplant 2018; 28(1): 65-78.
140-    Maraldi T, Riccio M, Pisciotta A, Zavatti M, Carnevale G, Beretti F, et al. Human Amniotic Fluid-Derived And Dental Pulp-Derived Stem Cells Seeded into Collagen Scaffold Repair Critical-Size Bone Defects Promoting Vascularization. Stem Cell Res Ther 2013; 4(3): 53.
141-    Rodrigues MT, Lee SJ, Gomes ME, Reis RL, Atala A, Yoo JJ. Amniotic Fluid-Derived Stem Cells as a Cell Source for Bone Tissue Engineering. Tissue Engineering Part a 2012; 18(23-24): 2518-27.
142-    Schmidt D, Achermann J, Odermatt B, Genoni M, Zund G, Hoerstrup SP. Cryopreserved Amniotic Fluid-Derived Cells: A Lifelong Autologous Fetal Stem Cell Source for Heart Valve Tissue Engineering. J Heart Valve Dis 2008; 17(4): 446-55.
143-    Bollini S, Cheung KK, Riegler J, Dong X, Smart N, Ghionzoli M, et al. Amniotic Fluid Stem Cells are Cardioprotective Following Acute Myocardial Infarction. Stem Cells and Development. 2011; 20(11):1985-94.
144-    Connell JP, Camci-Unal G, Khademhosseini A, Jacot JG. Amniotic Fluid-Derived Stem Cells for Cardiovascular Tissue Engineering Applications. Tissue Engineering Part B: Reviews 2013; 19(4): 368-79.
145-    Liu YW, Fang YH, Su CT, Hwang SM, Liu PY, Wu SN. The Biochemical and Electrophysiological Profiles of Amniotic Fluid-Derived Stem Cells Following Wnt Signaling Modulation Cardiac Differentiation. Cell Death Discovery 2019; 5(1): 59.
146-    Petsche Connell J, Camci-Unal G, Khademhosseini A, Jacot JG. Amniotic Fluid-Derived Stem Cells for Cardiovascular Tissue Engineering Applications. Tissue Engineering Part B: Reviews 2013;19(4):368-79.
147-    Kang NH, Hwang KA, Yi BR, Lee HJ, Jeung EB, Kim SU, et al. Human Amniotic Fluid-Derived Stem Cells Expressing Cytosine Deaminase and Thymidine Kinase Inhibits the Growth of Breast Cancer Cells in Cellular and Xenograft Mouse Models. Cancer Gene Therapy 2012; 19(6): 412-9.
148-    Kang NH, Hwang KA, Kim SU, Kim YB, Hyun SH, Jeung EB, et al. Potential Antitumor Therapeutic Strategies of Human Amniotic Membrane and Amniotic Fluid-Derived Stem Cells. Cancer Gene Therapy 2012; 19(8): 517-22.
149-    Bitsika V, Roubelakis MG, Zagoura D, Trohatou O, Makridakis M, Pappa KI, et al. Human Amniotic Fluid-Derived Mesenchymal Stem Cells as Therapeutic Vehicles: A Novel Approach for the Treatment of Bladder Cancer. Stem Cells and Development 2011; 21(7): 1097-111.
150-    Antonucci I, Iezzi I, Morizio E, Mastrangelo F, Pantalone A, Mattioli-Belmonte M, et al. Isolation of Osteogenic Progenitors from Human Amniotic Fluid Using a Single Step Culture Protocol. BMC Biotechnol 2009; 9(1): 9.
151-    Bossolasco P, Montemurro T, Cova L, Zangrossi S, Calzarossa C, Buiatiotis S, et al. Molecular and Phenotypic Characterization of Human Amniotic Fluid Cells and their Differentiation Potential. Cell Res 2006; 16(4): 329-36.
152-    Klemmt PA, Vafaizadeh V, Groner B. Murine Amniotic Fluid Stem Cells Contribute Mesenchymal but Not Epithelial Components to Reconstituted Mammary Ducts. Stem Cell Res Ther 2010; 1(3): 20.
153-    Zhao W, Ji X, Zhang F, Li L, Ma L. Embryonic Stem Cell Markers. Molecules 2012; 17(6): 6196-236.
154-    Chen WQ, Siegel N, Li L, Pollak A, Hengstschlager M, Lubec G. Variations of Protein Levels in Human Amniotic Fluid Stem Cells CD117/2 Over Passages 5-25. J Proteome Res 2009; 8(11): 5285-95.
155-    Ghionzoli M, Cananzi M, Zani A, Rossi CA, Leon FF, Pierro A, et al. Amniotic Fluid Stem Cell Migration after Intraperitoneal Injection in Pup Rats: Implication for Therapy. Pediatr Surg Int 2010; 26(1): 79-84.
156-    Sessarego N, Parodi A, Podesta M, Benvenuto F, Mogni M, Raviolo V, et al. Multipotent Mesenchymal Stromal Cells from Amniotic Fluid: Solid Perspectives for Clinical Application. Haematologica 2008; 93(3): 339-46.
157-    Phermthai T, Odglun Y, Julavijitphong S, Titapant V, Chuenwattana P, Vantanasiri C, et al. A Novel Method To Derive Amniotic Fluid Stem Cells for Therapeutic Purposes. BMC Cell Biol 2010; 11: 79.
158-    Aziz SG-G, Pashaei-Asl F, Fardyazar Z, Pashaiasl M. Isolation, Characterization, Cryopreservation of Human Amniotic Stem Cells and Differentiation to Osteogenic and Adipogenic Cells. Plos One 2016; 11(7): E0158281.
159-    Pegg DE. Principles of Cryopreservation. Methods Mol Biol 2007; 368: 39-57.
160-    Liu K, Yang Y, Mansbridge J. Comparison of the Stress Response to Cryopreservation in Monolayer and Three-Dimensional Human Fibroblast Cultures: Stress Proteins, MAP Kinases, And Growth Factor Gene Expression. Tissue Eng 2000; 6(5): 539-54.
161-    Galipeau J. The Mesenchymal Stromal Cells Dilemma--Does a Negative Phase III Trial of Random Donor Mesenchymal Stromal Cells in Steroid-Resistant Graft-Versus-Host Disease Represent a Death Knell or a Bump in The Road? Cytotherapy 2013; 15(1): 2-8.
162-    Moll G, Alm JJ, Davies LC, Von Bahr L, Heldring N, Stenbeck-Funke L, et al. Do Cryopreserved Mesenchymal Stromal Cells Display Impaired Immunomodulatory and Therapeutic Properties? Stem Cells 2014; 32(9): 2430-42.
163-    Pollock K, Sumstad D, Kadidlo D, Mckenna DH, Hubel A. Clinical Mesenchymal Stromal Cell Products Undergo Functional Changes in Response to Freezing. Cytotherapy 2015; 17(1): 38-45.
164-    Hunt CJ. Cryopreservation of Human Stem Cells for Clinical Application: A Review. Transfus Med Hemother 2011; 38(2): 107-23.